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Oct 11, 2023

Das White-Spot-Syndrom-Virus (WSSV) moduliert den Lipidstoffwechsel bei weißen Garnelen

Band Kommunikationsbiologie

Kommunikationsbiologie Band 6, Artikelnummer: 546 (2023) Diesen Artikel zitieren

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Zusätzlich zum Warburg-Effekt, der die Verfügbarkeit von Energie und biosynthetischen Bausteinen in WSSV-infizierten Garnelen erhöht, induziert WSSV auch sowohl die Lipolyse im Stadium der viralen Genomreplikation (12 hpi), um Material und Energie für die Virusreplikation bereitzustellen, als auch die Lipogenese im viralen Spätstadium (24 hpi), um die Virusmorphogenese durch die Bereitstellung bestimmter Arten langkettiger Fettsäuren (LCFAs) abzuschließen. Hier zeigen wir außerdem, dass WSSV eine Verringerung der Lipidtröpfchen (LDs) in Hämozyten im Stadium der viralen Genomreplikation und einen Anstieg der LDs in den Kernen WSSV-infizierter Hämozyten im viralen Spätstadium verursacht. Im Hepatopankreas wird durch eine WSSV-Infektion eine Lipolyse ausgelöst, die zur Freisetzung von Fettsäuren in die Hämolymphe führt. Das Experiment zur Hemmung der β-Oxidation zeigt, dass die durch WSSV-induzierte Lipolyse erzeugten Fettsäuren zur Energieerzeugung in die β-Oxidation umgeleitet werden können. Im viralen Spätstadium führt eine WSSV-Infektion zur Lipogenese sowohl im Magen als auch im Hepatopankreas, was darauf hindeutet, dass in diesem Stadium ein hoher Bedarf an Fettsäuren für die Morphogenese von Virionen besteht. Unsere Ergebnisse zeigen, dass WSSV den Lipidstoffwechsel in verschiedenen Stadien gezielt moduliert, um seine Replikation zu erleichtern.

Durch die Induktion einer metabolischen Neuprogrammierung können Krebszellen ihren Bedarf an Stoffwechselzwischenprodukten und Energie decken1,2,3. Anschließend werden Biomoleküle wie Nukleinsäuren, Proteine ​​und Lipide erzeugt, um ein schnelles Wachstum und eine schnelle Vermehrung von Krebszellen zu ermöglichen4. Ein wichtiger Teil dieser metabolischen Neuprogrammierung ist der veränderte Lipidstoffwechsel, der bei vielen verschiedenen Krebszelltypen beobachtet wird5,6. Lipide sind vielseitig und können in Krebszellen mehrere Rollen spielen. So können beispielsweise die Fettsäuren (FAs) in Krebszellen zum Aufbau biologischer Membranen während der Krebszellproliferation verwendet werden7,8. Enzyme, die an der Fettsäureoxidation (FAO) beteiligt sind, werden in Krebszellen häufig auch überexprimiert, um die Produktion von Energie und NADPH zu ermöglichen9,10. Proteinmodifikationen durch Lipideinheiten werden auch mit dem Krebsstoffwechsel in Verbindung gebracht11,12.

Da Lipide stark an vielen biologischen Prozessen in einer Krebszelle beteiligt sind, sind sie auch an den verschiedenen Mechanismen der Virusreplikation beteiligt, die vom Eintritt bis zur Freisetzung reichen13,14. Eine Neuprogrammierung des Lipidstoffwechsels wurde bei mehreren Viren gefunden, die den Warburg-Effekt auslösen: Kaposi-Sarkom-Herpesvirus (KSHV)15, Hepatitis-C-Virus (HCV)16 und humanes Papillomavirus (HPV)17. Durch die Veränderung des Lipidprofils des Wirts induziert das Dengue-Virus (DENV) eine Membranveränderung, wodurch die Virusreplikation gefördert und das Virus vor antiviralen Abwehrmechanismen geschützt wird18. DENV nutzt außerdem das Lipidtröpfchenprotein AUP1, um eine Lipophagie auszulösen, die wiederum Phospholipide erzeugt, um die Virusreplikation zu erleichtern19. Ein KSHV-Tegumentprotein zielt auf Lipidflöße der Wirtszellmembran ab, um die Freisetzung von Viruspartikeln zu erleichtern20, während ein Protein von HCV namens NS5A zur Vergrößerung der Lipidtröpfchen beiträgt und den HCV-Morphogeneseprozess fördert21. Mittlerweile ist es bei behüllten Viren üblich, dass Lipide aus der Wirtszellmembran für die Verwendung als äußere Hülle des Virus angepasst werden22. Alle diese Beispiele zeigen, wie eine Modifikation oder Veränderung des Lipidstoffwechsels durch ein Virus erforderlich ist, um die Produktion der infektiösen Virionpartikel zu erleichtern.

Im Einklang mit anderen Viren wurde gezeigt, dass ein tödliches Garnelenvirus namens White-Spot-Syndrom-Virus (WSSV) während einer Infektion die Population und Zusammensetzung verschiedener Fettsäurespezies verändert: Im Stadium der viralen Genomreplikation (12 hpi) induziert WSSV die Lipolyse, Dabei werden die Fettsäuren einer β-Oxidation unterzogen, um Energie und Biomoleküle zu erzeugen, während WSSV im späten Stadium (24 hpi) die Expression der Fettsäuresynthase (FAS) verstärkt, um die Lipogenese zu unterstützen, was zur Produktion großer Mengen an Fettsäuren führt für die Morphogenese von Virionen23. In der vorliegenden Studie untersuchen wir die Mechanismen hinter diesen Lipidstoffwechselverschiebungen bei WSSV-infizierten Garnelen weiter. Wir untersuchen zunächst mithilfe der Fluoreszenzfärbung die Lokalisierung von Lipidtröpfchen in infizierten Hämozyten in verschiedenen Stadien der Virusreplikation. Als nächstes messen wir die Aktivität von Lipase, einem Schlüsselenzym bei der Lipolyse, und überwachen seine Wirkung auf die Menge an Fettsäuren im Garnelengewebe. Um zu untersuchen, wie sich die β-Oxidation auf die Energieproduktion und die Morphogenese von Virionen auswirkt, verwendeten wir dann Etomoxir, einen CPT1-Inhibitor, um die β-Oxidation bei WSSV-infizierten Garnelen zu blockieren. Schließlich blockieren wir sowohl die β-Oxidation als auch die Fettsäuresynthese in infizierten Garnelen und beobachten, wie sich dies auf die Art der langkettigen Fettsäuren (LCFAs) im Garnelengewebe auswirkt.

Wir haben zuvor gezeigt, dass WSSV die Vielfalt der langkettigen Fettsäuren während einer Infektion verändert23. Um die Dynamik der Lipidakkumulation in WSSV-infizierten Garnelen besser zu verstehen, verwendeten wir hier die BODIPY 493/503-Färbung, um Veränderungen in der Anzahl der Lipidtröpfchen, ihrer zellulären Verteilung und Tröpfchengrößen sowohl bei 12 als auch bei 24 hpi zu überwachen (Abb . 1a). Im Stadium der viralen Genomreplikation (12 hpi) enthielten weniger Zellen in der WSSV-infizierten Gruppe Lipidtröpfchen (LDs) im Vergleich zu den PBS-Kontrollen (Abb. 1bi), was auf das Auftreten einer Lipolyse in diesem Stadium hindeutet. Umgekehrt war im viralen Spätstadium (24 hpi) die Anzahl der Hämozyten, die LDs beherbergten, in der WSSV-Infektionsgruppe signifikant erhöht, und jeder Hämozyten mit LDs enthielt auch mehr LD-Punkte (Abb. 1bi, ii). WSSV hatte in beiden Stadien keinen Einfluss auf die Anzahl der Hämozyten, die zytoplasmatische LDs beherbergten (Abb. 1biii), aber im Spätstadium hatten die WSSV-infizierten Garnelen mehr Hämozyten mit LDs im Zellkern (Abb. 1biv). WSSV erhöhte im Spätstadium auch die Anzahl sowohl der zytoplasmatischen als auch der nuklearen LDs (Abb. 1bv, vi). Die erhöhte Anzahl von LDs in den Hämozyten der WSSV-infizierten Gruppe deutete darauf hin, dass WSSV die Lipogenese im Spätstadium auslösen könnte.

a Hämozyten, die von WSSV-infizierten Garnelen und PBS-injizierten Garnelen (Kontrolle) bei 12 hpi und 24 hpi gesammelt wurden, wurden mit DAPI, Evans-Blau und BODIPY gefärbt, um Zellkern, Zytoplasma bzw. Lipidtröpfchen (LDs) sichtbar zu machen. Der Maßstabsbalken repräsentiert 10 μm. b Zur Quantifizierung der LDs wurden verschiedene Metriken verwendet: [i] Prozentsatz der Zellen mit erkannten LDs; [ii] Anzahl der LDs puncta pro Zelle mit LDs; [iii] Prozentsatz der Zellen mit zytoplasmatischen LDs/Gesamtzellen mit LDs; [iv] Prozentsatz der Zellen mit Kern-LDs/Gesamtzellen mit LDs; Anzahl der im [v] Zytoplasma und im [vi] Zellkern vorhandenen LD-Punkte pro LD-beherbergender Hämozyten; Maximaler LD-Durchmesser im [vii] Zytoplasma und [viii] Kern; LDs-positiver Bereich in [ix] Zytoplasma und [x] Zellkern. Die Ergebnisse wurden als Mittelwert (n > 3) des Anteils permeabilisierter Zellen im Verhältnis zur Gesamtzahl der angegebenen Nennerzelltypen (n > 100) ausgedrückt. Jeder Balken stellt den Mittelwert ± SD dar. Sternchen zeigen Unterschiede zwischen WSSV- und PBS-Gruppen an (*p < 0,05, **p < 0,01).

In der WSSV-Gruppe waren der Durchmesser und die Gesamtquerschnittsfläche der zytoplasmatischen LDs im Stadium der viralen Genomreplikation signifikant erhöht und im viralen Spätstadium verringert (Abb. 1bvii, ix). Diese Veränderungen wurden jedoch in den nuklearen LDs nicht beobachtet (Abb. 1bviii, x).

Wir untersuchten die Lipaseaktivität in drei verschiedenen Geweben von WSSV-infizierten Garnelen. Im Stadium der viralen Genomreplikation wurde kein Unterschied in der Lipaseaktivität zwischen der PBS- und der WSSV-Gruppe in den Hämozyten oder im Magen beobachtet, die Lipaseaktivität war jedoch im WSSV-infizierten Hepatopankreas erhöht (Abb. 2a). Im Spätstadium war die Lipaseaktivität in allen WSSV-infizierten Geweben nicht verändert (Abb. 2b). FFAs, die durch Lipaseaktivität produziert werden, wurden auch in höheren Konzentrationen in WSSV-infizierten Hämozyten und Hämolymphen im Stadium der viralen Genomreplikation nachgewiesen (Abb. 2c). Dies könnte auf die erhöhte Lipaseaktivität im Hepatopankreas zurückzuführen sein. Umgekehrt waren die FFAs im WSSV-infizierten Hepatopankreas im viralen Spätstadium signifikant verringert (Abb. 2c), was eine Folge der Lipidverarmung während des viralen Genomreplikationsstadiums sein könnte.

Die angegebenen Gewebe von mit PBS injizierten und WSSV-injizierten Garnelen wurden bei 12 hpi und 24 hpi gesammelt und einer a, b Lipaseaktivitätsmessung und (c) Quantifizierung der freien Fettsäuren unterzogen. Die Lipaseaktivität war im infizierten Hepatopankreas bei 12 hpi erhöht. Freie Fettsäuren waren in Hämozyten und Hämolymphe bei 12 hpi erhöht, wohingegen bei infizierten Hepatopankreas bei 24 hpi ein signifikanter Rückgang freier Fettsäuren festgestellt wurde. Jeder Balken stellt den Mittelwert ± SD dar, n = 2 ~ 3 Poolproben (3 Garnelen pro Pool). Sternchen zeigen Unterschiede zwischen WSSV- und PBS-Gruppen an (*p < 0,05, **p < 0,01). Hcy-Hämozyten, Hly-Hämolymphe, Stm-Magen, Hep-Hepatopankreas.

Unter normalen Umständen sind Lipidtröpfchen und Triglyceride die Substrate der Lipase und können zu FFAs abgebaut werden, die dann in die Mitochondrien transportiert und zur Energieerzeugung durch β-Oxidation verwendet werden24,25. Hier behandelten wir Garnelen mit Etomoxir, einem spezifischen Inhibitor der Carnitin-Palmitoyltransferase I (CPT1), um den Eintritt der LCFAs in die Mitochondrien zu blockieren und so die β-Oxidation zu hemmen. Als die β-Oxidation gehemmt wurde, stellten wir fest, dass die mitochondriale Aktivität (dargestellt durch das ATP/ADP-Verhältnis) in WSSV-infizierten Hämozyten im Stadium der viralen Genomreplikation signifikant verringert war, im Spätstadium jedoch zunahm (Abb. 3a). Um festzustellen, ob die β-Oxidation auch für die Virionproduktion wichtig ist, haben wir als nächstes die Kopienzahlen des Virusgenoms in Hämozyten und Hämolymphe gemessen. In Hämozyten war die Kopienzahl des Virusgenoms in der Lösungsmittelgruppe im Spätstadium des Virus im Vergleich zum Stadium der Virusgenomreplikation erhöht, während die Hemmung der β-Oxidation im Spätstadium zu noch höheren Kopienzahlen des Virusgenoms führte (Abb. 3b). In ähnlicher Weise führte die Hemmung der β-Oxidation in der Hämolymphe zu einer deutlich erhöhten Kopienzahl des viralen Genoms im Spätstadium (Abb. S1). Diese Ergebnisse zeigen, dass die Hemmung der β-Oxidation konsistent zu einem Anstieg der viralen genomischen DNA sowohl in Hämozyten als auch in der Hämolymphe führt, und legen nahe, dass β-Oxidation an der WSSV-Replikation beteiligt sein könnte.

Den Garnelen wurde 10 Stunden nach der WSSV-Exposition Etomoxir injiziert. a Hämozyten von 12 hpi und 24 hpi wurden einem ATP/ADP-Verhältnistest unterzogen. Sternchen zeigen Unterschiede zwischen WSSV- und PBS-Gruppen an (*p < 0,05, **p < 0,01). b Hämozyten aus beiden Zeitpunkten nach der WSSV-Exposition wurden zur Quantifizierung der Kopienzahlen des viralen Genoms verwendet, um die virale DNA-Replikation zu beurteilen. Jeder Balken stellt den Mittelwert ± SD dar, n = 3–4 Poolproben (4 Garnelen pro Pool). Sternchen kennzeichnen Unterschiede zwischen WSSV-Gruppen (*p < 0,05, **p < 0,01). Lös. Lösungsmittel, Eto-Etomoxir, Hcy-Hämozyten.

Lipase wurde im Hepatopankreas im Stadium der viralen Genomreplikation aktiviert (Abb. 2a), und wir stellten die Hypothese auf, dass die durch die Lipaseaktivität produzierten LCFAs möglicherweise zur β-Oxidation verschoben werden. Dies würde auch mit Hsieh et al.23 übereinstimmen, die berichteten, dass verschiedene LCFAs im infizierten Magen im gleichen Stadium verringert waren. Wir fuhren daher fort, die Menge verschiedener LCFAs im Hepatopankreas unter Bedingungen der β-Oxidationshemmung zu quantifizieren. Im Stadium der viralen Genomreplikation war Palmitinsäure (C16:0), eine der am häufigsten bei Tieren vorkommenden gesättigten Fettsäuren, durch eine WSSV-Infektion (WSSV/PBS-Gruppe) im Vergleich zur PBS-Kontrolle (PBS/PBS-Gruppe) signifikant verringert. , stieg jedoch signifikant an, wenn die β-Oxidation blockiert wurde (WSSV/Eto-Gruppe) (Abb. 4a). Ähnliche Ergebnisse wurden auch bei anderen LCFAs wie C18:0, C20:1 und C20:2 beobachtet (Abb. 4a), was darauf hindeutet, dass die Blockierung der β-Oxidation erwartungsgemäß eine weitere durch WSSV induzierte metabolische Verarbeitung der LCFAs verhinderte. Im viralen Spätstadium, als die Lipolyse nicht mehr aktiviert war (Hsieh et al.23), hatte die Hemmung der β-Oxidation keinen signifikanten Effekt (Abb. 4b). Dies steht im Einklang mit der Vorstellung, dass die durch die β-Oxidation erzeugte Energie in diesem Stadium nicht benötigt wird (Abb. 3a).

Hepatopankreas-Proben wurden von den WSSV-infizierten Gruppen und PBS-Kontrollgruppen bei 12 und 24 hpi entnommen. Die WSSV-infizierten Gruppen wurden als WSSV/PBS und WSSV/Eto bezeichnet, je nachdem, ob die WSSV-infizierten Garnelen mit PBS oder Etomoxir behandelt wurden. Ebenso wurden die PBS-Kontrollgruppen PBS/PBS und PBS/Eto genannt. LCFA-Profile von a 12 und b 24 hpi wurden durch Gaschromatographie-Massenspektrometrie (GC/MS) bestimmt. Die Hemmung der β-Oxidation störte den WSSV-induzierten LCFA-Verbrauch bei 12 hpi. Jeder Balken stellt den Mittelwert ± SD dar, n = 2 Poolproben (3 Garnelen pro Pool). Sternchen zeigen Unterschiede zwischen WSSV- und PBS-Gruppen an (*p < 0,05, **p < 0,01).

Hsieh et al.23 zeigten die Beteiligung von FAS an der WSSV-Replikation: 1. Die FAS-Expression wurde durch WSSV über den PI3K-Akt-mTOR-HIF1α-Signalweg induziert; 2. FAS war entscheidend für die Morphogenese von Virionen. Um die Rolle von FAS bei der LCFA-Erzeugung zu charakterisieren, wurde den virusbefallenen Garnelen 4 Stunden nach der Injektion mit WSSV der FAS-Inhibitor C75 intramuskulär injiziert und die LCFAs anschließend im Magen und in der Hepatopankreas quantifiziert. Im Magen wurden im Stadium der viralen Genomreplikation verschiedene LCFAs durch eine WSSV-Infektion verringert (WSSV/PBS-Gruppe); Mit Ausnahme einiger weniger LCFA war das Ausmaß dieser Abnahmen jedoch geringer, wenn auch FAS gehemmt wurde (WSSV/C75-Gruppe) (Abb. 5a). Im Spätstadium waren mehrere LCFAs, darunter C16:0, C18:1n-9c, C18:1n-9t und C20:5n-3, durch eine WSSV-Infektion (WSSV/PBS-Gruppe) erhöht, was darauf hindeutet, dass die Lipogenese induziert wurde ( Abb. 5b). Allerdings störte die FAS-Hemmung die Bildung von LCFAs in WSSV-infizierten Garnelen (WSSV/C75-Gruppe) (Abb. 5b).

C75 wurde 4 Stunden nach der WSSV-Injektion in die Garnele injiziert, um FAS zu hemmen. Die WSSV-infizierten Gruppen wurden als WSSV/PBS und WSSV/C75 bezeichnet, um zu kennzeichnen, dass WSSV-infizierte Garnelen mit PBS oder C75 injiziert wurden. PBS-Kontrollgruppen wurden als PBS/PBS und PBS/C75 bezeichnet. Gaschromatographische Massenspektrometrie (GC/MS) wurde eingesetzt, um das LCFA-Profil in WSSV-infizierten Mägen bei 12 hpi und 24 hpi zu untersuchen. Die FAS-Hemmung reduzierte die Produktion der LCFAs im Spätstadium der Infektion. Jeder Balken stellt den Mittelwert ± SD dar, n = 2–4 Poolproben (3 Garnelen pro Pool). Sternchen zeigen Unterschiede zwischen WSSV- und PBS-Gruppen an (*p < 0,05, **p < 0,01).

Wie in Abb. 6a gezeigt, reduzierte WSSV auch Palmitinsäure und Stearinsäure (C18:0) im infizierten Hepatopankreas im Stadium der viralen Genomreplikation (WSSV/PBS-Gruppe), diese Reduzierung wurde jedoch durch FAS-Hemmung (WSSV/C75-Gruppe) aufgehoben ). Im Spätstadium waren verschiedene LCFAs im infizierten Hepatopankreas erhöht (WSSV/PBS-Gruppe), während die FAS-Hemmung keine signifikante Wirkung hatte (WSSV/C75-Gruppe) (Abb. 6b). Diese Ergebnisse stehen im Einklang mit dem Bericht von Hsieh et al.23, in dem die Lipolyse im Stadium der viralen Genomreplikation und die Lipogenese im Spätstadium ausgelöst wurde, und insgesamt bestätigen sie, dass WSSV den Lipidstoffwechsel in WSSV-infizierten Garnelen umleitet.

Gaschromatographische Massenspektrometrie (GC/MS) wurde eingesetzt, um FAS-inhibiertes WSSV-infiziertes Hepatopankreas bei 12 und 24 hpi zu untersuchen. Die WSSV-infizierten Gruppen wurden als WSSV/PBS und WSSV/C75 bezeichnet, um zu kennzeichnen, dass WSSV-infizierte Garnelen mit PBS oder C75 injiziert wurden. PBS-Kontrollgruppen wurden als PBS/PBS und PBS/C75 bezeichnet. Im Gegensatz zum Magen (Abb. 5b) hatte die FAS-Hemmung im Spätstadium keinen Einfluss auf die LCFA-Produktion im Hepatopankreas. Jeder Balken stellt den Mittelwert ± SD dar, n = 2–4 Poolproben (3 Garnelen pro Pool). Sternchen zeigen Unterschiede zwischen WSSV- und PBS-Gruppen an (*p < 0,05, **p < 0,01).

Die Neuprogrammierung des Lipidstoffwechsels findet sich nicht nur in Krebszellen und Zellen, die mit Wirbeltierviren infiziert sind26,27,28, sondern auch in virusinfizierten Wirbellosenzellen18. Unsere vorliegenden Ergebnisse, die neue Daten zu den ungebundenen Fettsäuren beinhalten, liefern nun weitere Details darüber, wie der Lipidstoffwechsel in WSSV-infizierten Garnelen umgeleitet wird. Eine frühere Studie23, in der festgestellt wurde, dass die Lipolyse im Stadium der viralen Genomreplikation induziert wird, während die Lipogenese im späten Stadium der Virusreplikation induziert wird, berichtete auch, dass diese Stoffwechselverschiebungen durch Veränderungen in den Profilen der LCFAs gekennzeichnet sind, wobei mehrere LCFAs verringert werden im Stadium der viralen Genomreplikation. Unsere vorliegenden LD-Färbungsergebnisse zeigen außerdem, dass es im Stadium der viralen Genomreplikation zu einer Verringerung der LDs, insbesondere der zytoplasmatischen LDs, kommt (Abb. 1bi, v), was einen weiteren Beweis dafür liefert, dass in diesem Stadium eine Lipolyse stattfindet. Die dabei freigesetzten FFAs dienen dann als Quelle für die Energieerzeugung durch β-Oxidation (Abb. 3a). Fettsäuren werden auf ähnliche Weise in einer menschlichen Zelllinie verwendet, die mit dem Dengue-Virus (DENV) infiziert ist, wo LDs zu Lysosomen transportiert werden und die freigesetzten Fettsäuren dann einer β-Oxidation unterzogen werden, um ATP für die Virusreplikation zu erzeugen29. Bezüglich des Zusammenhangs zwischen β-Oxidation und Virionmorphogenese (Abb. 3b und S1) nehmen wir an, dass der Verbrauch von Fettsäuren über β-Oxidation auch das Material erzeugt, das für die Lipogenese und Virionmorphogenese im Spätstadium des Virus erforderlich ist Reproduzieren. Um dies zu untermauern, stellen wir fest, dass die Anzahl der Kohlenwasserstoff- und Cholesterinspezies im WSSV-Virion höher ist als in den Wirtszellkernen30 und dass das Enterovirus Wirtsfettsäuren über Lipolyse in seine Replikationskompartimente umverteilt31, wobei beide Beobachtungen damit übereinstimmen die Idee, dass die verbrauchte Fettsäure für die Produktion spezifischer Lipide wie Cholesterin verwendet werden könnte. Wir stellen jedoch auch fest, dass die Hemmung der β-Oxidation zu einem Anstieg der viralen DNA sowohl innerhalb der Hämozyten (Abb. 3b) als auch in der Hämolymphe (Abb. S1) führte, was schwer zu erklären ist, ob die β-Oxidation tatsächlich die Morphogenese von Virionen antreibt . Da andererseits unsere Methode zur Zählung der Virion-Kopienzahlen sowohl vollständige als auch unvollständige Virionen gleichermaßen gut erkennen würde, ist es auch möglich, dass die Hemmung der β-Oxidation den Prozess der Virion-Morphogenese in einer Weise stört, die große Mengen abnormaler Virionen verursacht und/oder nackte virale DNA, die in die Hämolymphe freigesetzt werden soll. Offensichtlich müssen diese Möglichkeiten mithilfe einer Technik wie der Isotopenverfolgung weiter experimentell erforscht werden.

Die LD-Akkumulation, die in mit HCV und SARS-CoV-232,33 infizierten Zellen beobachtet wird, wurde auch in den WSSV-infizierten Hämozyten im Spätstadium der Virusinfektion beobachtet (Abb. 1bi, ii) und wurde von Hsieh berichtet et al.23. Hier waren die meisten LDs in den Kernen infizierter Hämozyten lokalisiert (Abb. 1biv, vi), wo die Virionmorphogenese stattfindet34,35. Raman-Bildgebung zeigte auch, dass der Lipidgehalt im Kern infizierter Hämozyten [bei 60 hpi] deutlich erhöht war (Abb. S2). Bisher ist unklar, wie WSSV die im Hämozytenkern lokalisierten angesammelten LDs ausnutzen könnte, aber wir spekulieren, dass sie einen Vorrat an Viruskomponenten bereitstellen könnten, die für die Virionmorphogenese verwendet werden könnten, wie sie es beim Hepatitis-C-Virus tun Der HCV-Nukleokapsidkern und das regulatorische Protein NS5A translozieren vom endoplasmatischen Retikulum (ER) zu den LDs, die dann als Ort für die Virionassemblierung fungieren36. Darüber hinaus könnten die akkumulierten nuklearen LDs in Wirbeltierzellen an der Regulierung der Genexpression beteiligt sein, die die virale Morphogenese im Spätstadium des Virus erleichtert37. Die LDs könnten daher im Verlauf einer WSSV-Infektion zwei Schicksale haben: 1. Im Stadium der viralen Genomreplikation werden die LDs abgebaut, um Energie zu produzieren und möglicherweise Material für die Virionmorphogenese bereitzustellen; 2. Im Spätstadium des Virus reichern sich die LDs im Zellkern an, um die Virionmorphogenese zu unterstützen.

Als obligate Parasiten beziehen Viren für ihre Replikation Energie (in Form von ATP) von zellulären Wirten38. Die in Abb. 3a dargestellten Ergebnisse des ATP/ADP-Verhältnisses zeigen, dass WSSV das ATP in der Lösungsmittelgruppe in beiden Phasen erhöhte (PBS-Kontrolle vs. WSSV bei 12 und 24 hpi). Ähnliche Ergebnisse wurden von Apún-Molina et al. berichtet39, wo bei WSSV-infiziertem Hepatopankreas eine höhere Adenylenergieladung (AEC) bei 24 hpi beobachtet wurde. Diese ATP-Erhöhung steht im Einklang mit früheren Untersuchungen, die ergaben, dass WSSV Energie benötigt, um seine Replikation zu erleichtern39,40,41. Wie bereits erwähnt, könnte die β-Oxidation ATP für die Virusreplikation im Stadium der viralen Genomreplikation bereitstellen. Überraschenderweise führte die Hemmung der β-Oxidation jedoch bei 24 hpi zu erhöhten ATP-Werten, unabhängig vom Infektionsstatus (Abb. 3a, Lösungsmittelgruppe vs. Etomoxir-Gruppe bei 24 hpi). Wir spekulieren, dass die lange Dauer der Hemmung der β-Oxidation zur Aktivierung anderer Energiewege geführt haben könnte, um die Lebensfähigkeit der Zellen aufrechtzuerhalten.

Abbildung 2a zeigt, dass die Lipaseaktivität im Hepatopankreas von Garnelen ausgelöst wurde, einem Lipidspeichergewebe. Im Gegensatz zu den Gesamtfettsäuren, von denen Hsieh et al.23 feststellten, dass sie im Magen bei 12 PSi abnahmen und bei 24 PSi zunahmen, deuten die hier gefundenen Ergebnisse darauf hin, dass FFAs bei 12 PSi möglicherweise aus dem Hepatopankreas in die Hämolymphe freigesetzt wurden dann von Hämozyten aufgenommen (Abb. 2c). Wir stellen fest, dass die FA-Aufnahme auch durch andere Viren zu Replikationszwecken gefördert wird42,43,44. Anschließend lässt die erhebliche Verringerung der FFAs im Hepatopankreas im Spätstadium des Virus (Abb. 2c) darauf schließen, dass das Hepatopankreas während der Virusinfektion als Quelle für FAs fungieren könnte. Wir beobachteten außerdem, dass mehrere LCFAs im WSSV-infizierten Hepatopankreas im Stadium der viralen Genomreplikation verringert waren (Abb. 4a), dass dieser WSSV-induzierte LCFA-Verbrauch jedoch nicht mehr beobachtet wurde, wenn die β-Oxidation gehemmt wurde (Abb. 4a). Diese Ergebnisse legen nahe, dass in der Hepatopankreas gespeicherte Lipide im Stadium der viralen Genomreplikation durch Lipolyse abgebaut werden und dass die durch diesen Prozess produzierten Fettsäuren dann entweder einer β-Oxidation unterzogen oder direkt in die Hämolymphe freigesetzt werden, um die mit WSSV infizierten Personen mit Energie zu versorgen Hämozyten. Umgekehrt hatte die Hemmung der β-Oxidation im Spätstadium des Virus keinen signifikanten Einfluss auf die Verfügbarkeit der LCFAs (Abb. 4b), was darauf hindeutet, dass zu diesem Zeitpunkt, wie von Hsieh et al.23 vorgeschlagen, die Lipid-Reprogrammierung durch WSSV induzierte weg von der Lipolyse und hin zur Lipogenese.

FAS, ein wichtiges Enzym bei der Lipogenese, wird in Tumorzellen zur Aufrechterhaltung der Proliferation und in virusinfizierten Zellen zur Virionmorphogenese aktiviert45,46,47. Wir haben zuvor herausgefunden, dass die FAS-Hemmung die Morphogenese von Virionen beeinträchtigt, nicht jedoch die Expression viraler Proteine23. Hier stellten wir außerdem fest, dass der Energiestatus von WSSV-infizierten Hämozyten durch die FAS-Hemmung nicht gestört wurde (Abb. S3). Alle diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass FAS FA ausschließlich zur Verwendung bei der Virusmorphogenese produziert. Wie erwartet behinderte die FAS-Hemmung im viralen Spätstadium die WSSV-induzierte Lipogenese im infizierten Magen (Abb. 5b); Dieser Effekt wurde jedoch im Hepatopankreas nicht beobachtet, mit Ausnahme von Ölsäure (C18:1n-9c) (Abb. 6b). Überraschenderweise verzögerte die FAS-Hemmung auch den Verbrauch einiger LCFAs sowohl im WSSV-infizierten Magen als auch im Hepatopankreas (Abb. 5a und 6a).

Zusammengenommen zeigen diese Ergebnisse, wie WSSV in der Lage ist, den Lipidstoffwechsel des Wirts zu modulieren, um eine günstige Umgebung für seine Replikation zu schaffen: WSSV löst entweder Lipolyse oder Lipogenese aus, je nachdem, ob das Virus die FAs als Energiequelle oder als Material für die Virusmorphogenese nutzt. Dies ist die gleiche Art der Lipid-Reprogrammierung, die bei einigen Flaviviren beobachtet wird48,49,50. Um eine wirksame antivirale Strategie zu entwickeln, wird es wichtig sein, die Signalwege und viralen Proteine, die diese Mechanismen unterstützen, weiter aufzuklären. Während wir zuvor gezeigt haben, dass WSSV die FAS-Expression über den PI3K-Akt-mTOR-HIF1α-Signalweg23 induziert, könnten auch andere Signalwege beteiligt sein. Es wird auch interessant sein zu untersuchen, wie WSSV den Wechsel von der Lipolyse zur Lipogenese zu einem bestimmten Zeitpunkt nach der Infektion regulieren kann.

Die in dieser Studie verwendeten weißen Garnelen (Litopenaeus vannamei; 3 g Körpergewicht) wurden vom Aquatic Animal Center der National Taiwan Ocean University, dem International Center for the Scientific Development of Shrimp Aquaculture, der National Cheng Kung University (NCKU) und der Abteilung bezogen für Aquakultur, National Pingtung University of Science and Technology (NPUST). Garnelen wurden vor den Experimenten 1–2 Tage lang in Tanksystemen mit sterilisiertem Meerwasser (30 ppt; 25–27 °C) kultiviert. Der Virusbestand für das experimentelle Inokulum wurde durch Sammeln von Hämolymphe aus moribunden SPF-Garnelen (frei von spezifischen Krankheitserregern), die mit dem WSSV-Taiwan-Isolat (GenBank-Zugangsnummer AF440570) infiziert waren, und anschließendes Verdünnen mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) (137 mM NaCl, 2,7) erhalten mM KCl, 10 mM Na2HPO4, 2 mM KH2PO4). Der Virusbestand wurde bei –80 °C gelagert und das experimentelle Inokulum wurde aus dem Bestand durch Verdünnung (10–4) mit PBS hergestellt. Garnelen wurden durch intramuskuläre Injektion mit WSSV-Inokulum (100 µl/Garnele) infiziert. Dieser Challenge-Titer führte zu einer WSSV-induzierten kumulativen Mortalität von 50 % bei 72 hpi.

12 und 24 Stunden nach der Virusinjektion wurde die Hämolymphe von 3–6 Garnelen aus der WSSV-injizierten und PBS-injizierten Gruppe einzeln mit einem gleichen Volumen an Antikoagulanslösung (450 mM NaCl, 10 mM KCl, 10 mM EDTA, 10 mM) gesammelt mM Tris-HCl, pH 7,5). Jede Hämozytenprobe wurde dann in zweifacher Ausfertigung mit 2× Leibovitz's 15-Medium (Invitrogen; mit 10 % FBS, 1 % Glucose, 0,005 % NaCl, 100 U/ml Penicillin, 100 μg/ml Streptomycin, 1,25 g/ml) auf ein Deckglas ausgesät. ml Fungizon). Nach 20-minütiger Inkubation bei Raumtemperatur wurden die Hämozyten dreimal mit PBS gewaschen und dann mit BODIPY 493/503 (Invitrogen) in einer Arbeitskonzentration von 0,1 mg/ml 1 Stunde lang im Dunkeln bei Raumtemperatur inkubiert, um das Neutral anzufärben Lipidtröpfchen. Anschließend wurden die Hämozyten noch dreimal mit PBS gewaschen, bevor sie mit 4 % Formaldehyd auf Eis fixiert wurden. Anschließend wurden die Zellen 3 Minuten lang mit DAPI in einer Arbeitskonzentration von 1,5 × 10–5 µg/ml (4′-6-Diamidino-2-phenylindol-Dihydrochlorid; Vector Laboratories Inc.) angefärbt, um die Kerne gegenzufärben. Nach weiterem dreimaligem Waschen mit PBS wurden die Hämozyten 1 Minute lang mit Evans-Blau (0,2 μg/ml) inkubiert, um das Zytoplasma gegenzufärben. Abschließend wurden die Zellen auf den Deckgläsern auf Objektträger montiert und die Fluoreszenz mit einem Fluoreszenzmikroskop untersucht.

Nachdem die LDs in primären WSSV-infizierten Garnelenhämozyten wie oben beschrieben gefärbt wurden, wurden von jedem Objektträger zufällig mehrere Felder zur Bilderfassung und anschließenden Analyse ausgewählt. Für jede Garnele wurden mindestens 100 Zellen untersucht. In dieser Studie wurden mehrere Metriken verwendet, um die Dynamik von Lipidtröpfchen in Garnelenhämozyten zu bewerten: (i) Zellen mit LDs/Gesamtzellen (%); (ii) Anzahl der LD-Punkte in Zellen mit LDs; (iii) Zellen mit zytoplasmatischen LDs/Gesamtzellen mit LDs (%); (iv) Zellen mit Kern-LDs/Gesamtzellen mit LDs (%); (v) Anzahl der zytoplasmatischen LD-Punkte pro Zelle mit LDs; (vi) Anzahl nuklearer LD-Punkte pro Zelle mit LDs; (vii) maximaler Durchmesser der zytoplasmatischen LDs; (viii) maximaler Durchmesser der Kern-LDs; (ix) Gesamtquerschnittsfläche (µm2) der LDs im Zytoplasma; (x) Gesamtquerschnittsfläche (µm2) der LDs im Kern. Die Daten wurden dann der unten beschriebenen statistischen Analyse unterzogen.

Gepoolte Proben von Hämozyten, Magen und Hepatopankreas von Garnelen wurden 12 und 24 Stunden nach der WSSV-Injektion gesammelt (3 Garnelen/Pool und 4 Pools/Gruppe) und die Lipaseaktivität wurde mit einem kommerziellen Kit (Lipase Activity Fluormetric Assay Kit III; BioVision Inc.) gemessen .). Die Proben wurden entweder in 100 µl (Hämozyten) oder 200 µl (Magen und Hepatopankreas) eiskaltem Lipase-Assay-Puffer homogenisiert und zur Entfernung der Zelltrümmer zentrifugiert. Die resultierenden Lysate (50 μl/Well) wurden in eine 96-Well-Platte überführt und 50 μl der Reaktionsmischung (48 μl Assay-Puffer und 2 μl Lipase-Substrat) in jedes Well gegeben. Nach 30-minütiger Inkubation bei 37 °C (T1) wurde die Absorption jeder Probe bei Ex/Em = 529/600 nm gemessen, um den A1-Wert zu erhalten. Nach weiteren 30 Minuten Inkubation (T2) wurde die Absorption jeder Probe erneut gemessen, um den A2-Wert zu erhalten. Aus einer Reihe von Konzentrationen im Bereich von 0 bis 100 pmol/Well wurde eine Methylresorufin-Standardkurve erstellt und zur Umrechnung der Extinktionsdifferenz (A2–A1) in die entsprechende Menge Methylresorufin (B-Wert) verwendet. Die Lipaseaktivität wurde wie folgt berechnet: Lipaseaktivität (mU/mg) = ΔB/ (ΔT × mg), wobei mg das Gewicht der Gewebeprobe in jedem Reaktionsgemisch ist. Die resultierenden Daten wurden dann der unten beschriebenen statistischen Analyse unterzogen.

Ein kolorimetrisches/fluorometrisches Kit zur Quantifizierung freier Fettsäuren (BioVision Inc.) wurde verwendet, um die ungebundenen langkettigen Fettsäuren in jeder Garnelenprobe nachzuweisen. Für die Hämozyten- und Hämolymphproben wurde Garnelenhämolymphe gesammelt und die Hämozyten durch Zentrifugation abgetrennt. Hämozyten-, Hämolymphen-, Magen- und Hepatopankreasproben wurden mit 200 μl Chloroform-Triton X-100 (1 % Triton Von jeder Probe wurde gesammelt, bei 50 °C luftgetrocknet, bis keine Lösung mehr übrig war, und dann 30 Minuten lang vakuumgetrocknet. Als nächstes wurde das Pellet (die getrockneten Lipide) jeder Probe in 200 μl Fettsäure-Assay-Puffer gelöst und 50 μl der resultierenden Lösung in eine Vertiefung einer 96-Well-Platte übertragen. ACS-Reagenz (2 μl) wurde zugegeben und die Mischung 30 Minuten lang bei 37 °C inkubiert. Schließlich wurden 50 μl Reaktionsmischung (44 μl Fettsäure-Assay-Puffer, 2 μl Fettsäure-Sonde, 2 μl Enzymmischung und 2 μl Verstärker) in die Vertiefung gegeben und die Mischung weitere 30 Minuten lang bei 37 °C im Dunkeln inkubiert °C. Zur Kalibrierung wurden Palmitinsäureproben und Blindproben gemäß den Herstellerangaben verwendet. Die Absorption jeder Probe wurde bei Ex/Em = 535/590 nm gemessen und eine Palmitinsäure-Standardkurve wurde aus einer Reihe von Konzentrationen im Bereich von 0 bis 10 nmol erstellt. Dies wurde verwendet, um die Probenwerte in die entsprechende Menge an FFA (Fa) in jeder Vertiefung umzurechnen. Die FFA-Konzentration wurde dann wie folgt berechnet: Fettsäurekonzentration (nmol/mg) = Fa/Smg, wobei Smg das Gewebegewicht der Probe in jeder Reaktionsmischung ist. Die resultierenden Daten wurden der unten beschriebenen statistischen Analyse unterzogen.

Stammlösungen des CPT1-Inhibitors Etomoxir (2[6(4-Chlorphenoxy)hexyl]oxiran-2-carboxylat; Tocris Bioscience) und des FAS-Inhibitors C75 (4-Methylen-2-octyl-5-oxotetrahydrofuran-3-carbonsäure; ENZO Life). Sciences) wurden durch Auflösen in ddH2O bzw. DMSO hergestellt. Vor der Verwendung wurden beide Stammlösungen mit PBS auf die erforderliche Konzentration verdünnt.

Zur Bestimmung des ATP/ADP-Verhältnisses in gepoolten Hämozyten (4–5 Pools; 4 Garnelen pro Pool), die bei 12 und 24 PSi gesammelt wurden, wurde ein ApoSENSOR ADP/ATP-Verhältnis-Assay-Kit (BioVision) verwendet. Das Verfahren wurde gegenüber Li et al.40 und Chen et al.41 leicht modifiziert. Nachdem die Hämolymphe von den belasteten Garnelen gesammelt worden war, wurde sie gepoolt und 10 Minuten lang bei 4 ° C und 3000 × g zentrifugiert. Das resultierende Hämozytenpellet wurde in 50 μl Nukleotid-Freisetzungspuffer suspendiert. Diese Suspension wurde dann zu Vertiefungen gegeben, die 10 μl ATP-Überwachungsenzym und 90 μl Nukleotidfreisetzungspuffer auf einer ELISA-Platte mit 96 Vertiefungen enthielten. Die Hintergrundlumineszenzkontrolle wurde nur mit ATP-Überwachungsenzym und Nukleotid-Freisetzungspuffer hergestellt. Um den ATP-Spiegel in Hämozyten zu messen, wurde die erste Messung für die Kontrolle (Daten A) und die Probe (Daten B) nach 2 Minuten Inkubation durchgeführt. Um den ADP-Spiegel in Hämozyten zu messen, wurde erneut eine zweite Messung für die Probe durchgeführt (Daten C). Anschließend wurde der Probe ADP-Converting-Enzym (1 μl) zugesetzt und eine abschließende Messung (Daten D) durchgeführt. Alle Messungen wurden mit einem Luminometer durchgeführt. Das ATP/ADP-Verhältnis wurde wie folgt berechnet: (Daten B) – (Daten A)/[(Daten D – Daten A) – (Daten C – Daten A)].

Um die Virionfreisetzung zu untersuchen, wurden Hämozyten durch Zentrifugation von der Hämolymphe getrennt. Die gesamte genomische DNA wurde mithilfe eines DTAB/CTAB-DNA-Extraktionskits (GeneReach Biotechnology Corp.) sowohl aus Hämozyten als auch aus Hämolymphe extrahiert. Die Kopienzahlen des WSSV-Genoms wurden mit einem quantitativen IQ RealTM WSSV-System (GeneReach Biotechnology Corp.), einer kommerziellen Echtzeit-PCR, gemäß den Anweisungen des Herstellers quantifiziert.

Um die Rolle der β-Oxidation und der LCFAs bei der WSSV-Replikation zu untersuchen, verwendeten wir den CPT1-Inhibitor Etomoxir bzw. den FAS-Inhibitor C75. Zur CPT1-Hemmung wurde den Garnelen 10 Stunden nach der WSSV-Exposition intramuskulär Etomoxir (62,5 mg/g Garnelen) oder PBS-Vehikel (Kontrolle) injiziert. Gepoolte Hepatopankreasproben (4–5 gepoolte Proben; 3 Garnelen pro Pool) wurden bei 12 und 24 hpi gesammelt. GC/MS-basiertes Fettsäureprofil wurde verwendet, um die Dynamik jeder erkannten langkettigen Fettsäure zu überwachen. Für die FAS-Hemmung wurden die Dosierungen und der Zeitpunkt der C75-Behandlung gegenüber unserer vorherigen Studie geändert23. Garnelen wurden 4 Stunden nach der Injektion von WSSV oder PBS mit dem FAS-Inhibitor C75 (30 μg/g Garnele) behandelt. Hepatopankreas- und Magenproben (4–5 gepoolte Proben; 3 Garnelen pro Pool) wurden bei 12 und 24 hpi gesammelt und für die GC/MS-Analyse verwendet.

Die auf Gaschromatographie-Massenspektrometrie (GC/MS) basierende Garnelen-Lipodomik wurde auf der Grundlage der von Hsieh et al.23 beschriebenen Methoden durchgeführt. Kurz gesagt, wurde den Garnelengeweben zunächst eine Chloroformlösung mit einer internen Kontrolle der C22:0-Fettsäure zugesetzt (10–30 mg pro Probe) und dann wurden die Fettsäuren durch Homogenisierung mit 2:1 (v/v) aus den Geweben extrahiert ) Chloroform/Methanol. Nach dem Schütteln über Nacht und der Entfernung der Rückstände durch Filtration wurde die flüssige Fraktion bei 40 °C unter Verwendung eines Rotationsverdampfers getrocknet. Die resultierenden Pellets jeder Probe wurden dann mit reinem Chloroform erneut aufgelöst, in ein 10-ml-Reaktionsgefäß überführt und anschließend erneut am Rotationsverdampfer getrocknet. Die getrockneten Proben wurden einer Verseifung/Veresterung unterzogen, gefolgt von einer GC/MS-Lipodomikanalyse unter Verwendung eines 7890A-Gaschromatographen, ausgestattet mit einem 5975C-Einzelquadrupol-Massenspektrometer (Agilent, Palo Alto, CA, USA) und einer Supelco SP-2380-Kapillarsäule ( 30 mx 0,25 mm ID; Sigma Aldrich, St. Louis, MO, USA) wie zuvor beschrieben23. MSD Chemstation G1701EA E.02.02.1431 (Agilent Technologies, Inc., USA) wurde zur Gerätesteuerung, Datenerfassung und Datenanalyse verwendet. Die NIST 11 Mass Spectral Library (Gaithersburg, MD, USA) wurde verwendet, um die Identifizierung von FA-Methylestern (FAMEs) zusammen mit den Retentionszeiten der von Sigma-Aldrich erworbenen Standards zu unterstützen. Die identifizierten Fettsäuren wurden anhand des internen Standards der C22:0-Fettsäure quantifiziert und die Menge an FA pro mg Gewebe berechnet. Die resultierenden Daten wurden der unten beschriebenen statistischen Analyse unterzogen.

Datenberechnungen und Diagramme wurden in Microsoft Excel bzw. Graphpad Prism 9 durchgeführt. Rohdaten wurden in jedem Experiment von mindestens drei unabhängigen Replikaten gesammelt, wie im entsprechenden Methodenabschnitt ausführlich beschrieben. Nachdem die empirische Regel wie zuvor beschrieben51 auf alle Daten zur Erkennung und zum Ausschluss statistischer Ausreißer angewendet wurde, wurden statistisch signifikante Unterschiede zwischen den Gruppen entweder durch den Student-t-Test zum Vergleich mehrerer Behandlungen analysiert. Die in den Zusatzdaten 1 bereitgestellten Daten werden zur Generierung der in dieser Studie dargestellten Zahlen verwendet. Die Daten werden als Mittelwert ± SD dargestellt. Die Signifikanz wird durch *p < 0,05, **p < 0,01 angegeben.

Weitere Informationen zum Forschungsdesign finden Sie in der mit diesem Artikel verlinkten Nature Portfolio Reporting Summary.

Die Quelldaten für die in dieser Studie dargestellten Hauptzahlen werden als Zusatzdaten 1 bereitgestellt. Alle anderen Daten sind auf begründete Anfrage beim entsprechenden Autor erhältlich.

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Referenzen herunterladen

Diese Forschung wurde vom National Science and Technology Council, Taiwan (MOST 106-2321-B-006-010, MOST 108-2314-B-006-096-MY3, MOST 110-2634-F-006-019 und NSTC 111) finanziert -2628-B-006-017). Wir danken auch Herrn Paul Barlow von der National Cheng Kung University herzlich für seine hilfreiche Kritik an diesem Manuskript.

Abteilung für Biotechnologie und Bioindustriewissenschaften, Hochschule für Biowissenschaften und Biotechnologie, Nationale Cheng-Kung-Universität, Tainan, Taiwan

Yen Siong Ng, Cheng-Shun Cheng, Yi-Ting Tseng, Shu-Ting He, Chun-Yuan Li, Shu-Wen Cheng, Yi-Min Chen, Ramya Kumar und Han-Ching Wang

Forschungsorganisation für Nano- und Lebensinnovationen, Waseda-Universität, Tokio, Japan

Masahiro Ando & Haruko Takeyama

Internationales Zentrum für die wissenschaftliche Entwicklung der Garnelenaquakultur, Nationale Cheng-Kung-Universität, Tainan, Taiwan

Ramya Kumar und Han-Ching Wang

Abteilung für Aquakultur, National Pingtung University of Science and Technology, Pingtung, Taiwan

Chun-Hung Liu

Abteilung für Biowissenschaften und medizinische Biowissenschaften, Waseda-Universität, Tokio, Japan

Haruko Takeyama

Computational Bio Big-Data Open Innovation Laboratory (CBBD-OIL), National Institute of Advanced Industrial Science and Technology, Tokio, Japan

Haruko Takeyama

Institut für fortgeschrittene Forschung zur Biosystemdynamik, Waseda Research Institute for Science and Engineering, Tokio, Japan

Haruko Takeyama

Abteilung für Meeresbiowissenschaften, Universität für Meereswissenschaften und -technologie Tokio, Tokio, Japan

Ikuo Hirono

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C.-SC, H.-CW, MA, Y.-MC und Y.-TT haben die Studie entworfen. C.-SC, S.-TH, C.-YL und Y.-TT führten Experimente durch. C.-SC, S.-TH, C.-YL, YSN und. Y.-TT analysierte die Daten. C.-HL, H.-CW, HT, IH und Y.-MC stellten Ressourcen zur Verfügung. C.-SC, RK, S.-WC und YSN haben den Artikel geschrieben. C.-HL, HT, IH, H.-CW, MA und Y.-MC betreuten das Projekt.

Korrespondenz mit Han-Ching Wang.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Communications Biology dankt Liu Haipeng, Claudio Mejía-Ruiz und Ilie Racotta für ihren Beitrag zum Peer-Review dieser Arbeit. Hauptverantwortliche Redakteure: Gabriela da Silva Xavier, David Favero. Eine Peer-Review-Datei ist verfügbar.

Anmerkung des Herausgebers Springer Nature bleibt hinsichtlich der Zuständigkeitsansprüche in veröffentlichten Karten und institutionellen Zugehörigkeiten neutral.

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Nachdrucke und Genehmigungen

Ng, YS, Cheng, CS., Ando, ​​M. et al. Das White-Spot-Syndrom-Virus (WSSV) moduliert den Lipidstoffwechsel in weißen Garnelen. Commun Biol 6, 546 (2023). https://doi.org/10.1038/s42003-023-04924-w

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Eingegangen: 26. September 2022

Angenommen: 08. Mai 2023

Veröffentlicht: 20. Mai 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s42003-023-04924-w

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